聚合酶鏈反應(PCR)技術是在體外進行的由引物介導的酶促DNA擴增反應。PCR的原理是在模板DNA、PCR引物、四種脫氧核糖核苷酸(dNTP)及適當濃度的Mg2+存在的條件下，依賴于DNA聚合酶的體外酶促合成反應。兩個引物分別位于靶序列兩端，同兩條模板的3’端互補，由此限定擴增片段。PCR反應由一系列的變性→退火→延伸反復循環構成，即在高溫下模板雙鏈DNA變性解鏈，然后在較低溫度下同過量引物退火，再在適中溫度下由DNA聚合酶催化進行延伸。理論上，經過N次循環可使特定片段擴增到2n-1，考慮到擴增效率達不到100%，所以通常經25到30次循環可擴增到106倍，足夠后續實驗展開。

PCR反應體系由反應緩沖液（PCR Buffer）、脫氧核苷三磷酸底物（dNTP mix）、Taq DNA聚合酶（Taq 酶）、寡聚核苷酸引物（Primer1，Primer2）、 Mg2+、靶序列（DNA模板）主要成份組成。各個組份對PCR結果至關重要。
 


1、 反應緩沖液（PCR Buffer）

（1）、反應緩沖液一般含10-50 mmol/L Tris·Cl (20℃下pH8.3-8.8)， 50 mmol/L KCl和適當濃度的Mg2+ 。Tris·Cl在20℃時pH為8.3-8.8，但在實際PCR反應中，pH為6.8-7.8. 50 mmol/L的KCl有利于引物的退火。
（2）、反應液可加入5mmol/L的二硫蘇糖醇(DDT)或100 μg/ml的牛血清白蛋白(BSA)，它們可穩定酶活性，另外加入T4噬菌體的基因32蛋白則對擴增較長的DNA片段有利。
（3）、各種Taq DNA聚合酶商品都有自己特定的一些緩沖液。

2、 脫氧核苷三磷酸底物（dNTP mix）

dNTP包括dATP、dTTP、dGTP、dCTP。dNTP的質量與濃度和PCR擴增效率有密切關系，dNTP粉呈顆粒狀，如保存不當易變性失去生物學活性。多次凍融會使dNTP降解。dNTP能與Mg2+結合，使游離的Mg2+濃度降低。當PCR需要較高濃度的dNTP時，應在反應體系中適當增加Mg2+的濃度。

（1）dNTP應用NaOH 將pH調至7.0，并用分光光度計測定其準確濃度。
（2）dNTP原液可配成5-10 mmol/L并分裝，-20℃貯存。一般反應中每種dNTP的終濃度為20-200 μmol/L。
（3）理論上4 種 dNTP各20 μmol/L，足以在100 μl反應中合成2.6 μg的DNA。當dNTP終濃度大于50 mmol/L時可抑制Taq DNA聚合酶的活性。4種dNTP的濃度應該相等，以減少合成中由于某種dNTP的不足出現的錯誤摻入。
                                                               
3、 Taq DNA聚合酶（Taq 酶）

一般Taq DNA聚合酶活性半衰期為92.5℃ 130 min，95℃ 40 min， 97℃ 5 min。現在人們又發現許多新的耐熱的DNA聚合酶，這些酶的活性在高溫下活性可維持更長時間。

Taq DNA聚合酶的酶活性單位定義為74℃下，30 min，摻入10 nmol/L dNTP到核酸中所需的酶量。Taq DNA聚合酶的一個致命弱點是它的出錯率，一般PCR中出錯率為2×10-4 核苷酸/每輪循環，在利用PCR克隆和進行序列分析時尤應注意.在100 μl PCR反應中，1.5-2單位的Taq DNA聚合酶就足以進行30輪循環。

所用的酶量可根據DNA、引物及其它因素的變化進行適當的增減.酶量過多會使產物非特異性增加，過少則使產量降低。

反應結束后，如果需要利用這些產物進行下一步實驗，需要預先滅活Taq DNA聚合酶， 滅活Taq DNA聚合酶的方法有：
（1）PCR產物經酚: 抽提，乙醇沉淀。
（2）加入10 mmol/L的EDTA螯合Mg2+ 。
（3） 99-100℃加熱10 min。目前已有直接純化PCR產物的Kit可用。

4、 寡聚核苷酸引物

PCR反應產物的特異性由一對上下游引物所決定。引物的好壞往往是PCR成敗的關鍵。引物設計和選擇目的DNA序列區域時可遵循下列原則：
（1） 引物長度約為16-30 bp， 太短會降低退火溫度影響引物與模板配對，從而使非特異性增高。太長則比較浪費，且難以合成。
（2）引物中G+C含量通常為40%-60%，可按下式粗略估計引物的解鏈溫度 Tm＝4(G+C)+2(A+T)。
（3）四種堿基應隨機分布，在3'端不存在連續3個G或C，因這樣易導致錯誤引發。
（4）引物3'端最好與目的序列閱讀框架中密碼子第一或第二位核苷酸對應， 以減少由于密碼子擺動產生的不配對。
（5）在引物內， 尤其在3'端應不存在二級結構。
（6）兩引物之間尤其在3'端不能互補， 以防出現引物二聚體， 減少產量。兩引物間最好不存在4個連續堿基的同源性或互補性。
（7）引物5'端對擴增特異性影響不大， 可在引物設計時加上限制酶位點、核糖 體結合位點、起始密碼子、缺失或插入突變位點以及標記生物素、熒光素等。通常應在5'端限制酶位點外再加1-2個保護堿基。
（8）引物不與模板結合位點以外的序列互補。所擴增產物本身無穩定的二級結構， 以免產生非特異性擴增，影響產量。
（9）簡并引物應選用簡并程度低的密碼子， 例如選用只有一種密碼子的Met， 3'端應不存在簡并性。否則可能由于產量低而看不見擴增產物。
（10）一般PCR反應中的引物終濃度為0.2-1.0 μmol/L。引物過多會產生錯誤引導或產生引物二聚體， 過低則降低產量。利用紫外分光光度計， 可精確計算引物濃度， 在1cm光程比色杯中，260nm下，引物濃度可按下式計算：
X mol/L＝ OD260/ A(16000)+C(70000)+G(12000)+T(9600)
X： 引物摩爾濃度，A、C、G、T：引物中4種不同堿基個數。

5、 Mg2+

（1）Mg2+濃度對Taq DNA聚合酶影響很大，它可影響酶的活性和真實性，影響引物退火和解鏈溫度， 影響產物的特異性以及引物二聚體的形成等。
（2）通常Mg2+ 濃度范圍為0.5-2 mmol/L.對于一種新的PCR反應，可以用0.1-5 mmol/L的遞增濃度的Mg2+ 進行預備實驗，選出最適的Mg2+濃度。
（3）在PCR反應混合物中， 應盡量減少有高濃度的帶負電荷的基團， 例如磷酸基團或EDTA等可能影響Mg2+ 離子濃度的物質，以保證最適Mg2+ 濃度。

6、 靶序列（DNA模板）

（1）PCR反應必須以DNA為模板進行擴增， 模板DNA可以是單鏈分子，也可以是雙鏈分子，可以是線狀分子，也可以是環狀分子(線狀分子比環狀分子的擴增效果稍好)。
（2）就模板DNA而言，影響PCR的主要因素是模板的數量和純度.一般反應中的模板數量為102 -105 個拷貝，對于單拷貝基因，這需要0.1μg的人基因組DNA，10ng的酵母DNA，1ng的大腸桿菌DNA.擴增多拷貝序列時，用量更少。
（3）靈敏的PCR可從一個細胞，一根頭發，一個孢子或一個精子提取的DNA中分析目的序列。
（4）模板量過多則可能增加非特異性產物。DNA中的雜質也會影響PCR的效率。

注意事項：

1.PCR應該在沒有DNA污染的干凈環境中進行，最好設立一個專用的PCR配制室、模板室、擴增室，避免污染（16S）。
2.純化模板所選用的方法對污染的風險有極大影響。一般而言，只要能夠得到可靠的結果，純化的方法越簡單越好。
3.所有試劑都應該沒有核酸和核酸酶的污染，操作過程中均應戴手套。
4.PCR試劑配制應使用最高質量的新鮮雙蒸水，采用0.22μm濾膜過濾除菌或高溫高壓滅菌。5.試劑都應該以大體積配制，然后分裝成僅夠一次使用的量儲存，從而確保實驗與實驗之間的連續性與平行性。
6.試劑或樣品準備過程中都要使用滅菌的tubes和tips，玻璃器皿應洗滌干凈并高壓滅菌。
7.PCR配制試劑應在冰上融化，并且要瞬離并充分混勻。